Flavodoxin: A platform for characterizing the electrnic structure and magnetic properties of the neutral semiquinone state in flavoproteins
DOI (Low Temperature Physics):
https://doi.org/10.1063/10.0044248Ключові слова:
flavodoxin, Anabaena, flavoproteins, electron paramagnetic resonance, bio-inspired materialsАнотація
Флаводоксини — це тип флавопротеїнів, які функціонують як носії заряду (електронів) у кількох метаболічних процесах бактерій, ціанобактерій та зелених водоростей. Хоча їхні фізіологічні функції можуть здаватися скромними в межах родини флавопротеїнів, яка включає ферменти в різних метаболічних шляхах, репарації ДНК та магніторецепції, вони відіграли вирішальну роль у з’ясуванні електронної структури та магнітних властивостей нейтрального семіхінонового стану у флавопротеїнах. Це пов’язано з легкістю отримання семіхінонного (парамагнітного) стану з високим виходом, а також із можливістю отримання та характеризації мутантів флаводоксину або флаводоксинів, що містять модифікований флавіновий активний центр, наприклад, ізотопно мічені ізоалоксазинові кільця або різні аналоги флавіну. У цьому мініогляді описано уявлення про електронну структуру та магнітні властивості флаводоксину Anabaena, отримані переважно за допомогою методів електронного парамагнітного резонансу. Ці результати порівнюються з результатами, отриманими для інших флавопротеїнів, а їхня значущість аналізується для кращого розуміння флавопротеїнів загалом, як для з’ясування їхніх різних механізмів, так і для проєктування нових біоінспірованих матеріалів.
Посилання
1. C. T. Walsh and T. A. Wencewicz, Nat. Prod. Rep. 30, 175 (2013). https://doi.org/10.1039/C2NP20069D
2. R. M. Buey, D. Fernández-Justel, G. González-Holgado, M. Martínez-Júlvez, A. González-López, A. Velázquez-Campoy, M. Medina, B. B. Buchanan, and M. Balsera, Plant Physiol. 186, 285 (2021). https://doi.org/10.1093/plphys/kiab072
3. M. Minjárez-Sáenz, M. Martínez-Júlvez, I. Yruela, and M. Medina, Microbiol. Spectr. 10, 2 (2022). https://doi.org/10.1128/spectrum.02294-21
4. A. Curtabbi, A. Guarás, J. L. Cabrera-Alarcón, M. Rivero, E. Calvo, M. Rosa-Moreno, J. Vázquez, M. Medina, and J. A. Enríquez, Redox Biol. 69, 103001 (2024). https://doi.org/10.1016/j.redox.2023.103001
5. M. Minjárez-Sáenz, M. Rivero, V. Correa-Pérez, S. Boneta, P. Suárez, V. Polo, S. J. Sadeghi, I. Yruela, M. Martínez-Júlvez, and M. Medina, Arch. Biochem. Biophys. 765, 110288 (2025). https://doi.org/10.1016/j.abb.2025.110288
6. M. W. Fraaije and A. Mattevi, Trends Biochem. Sci. 25, 126 (2000). https://doi.org/10.1016/S0968-0004(99)01533-9
7. H. Tsukuno, K. Ozeki, I. Kobayashi, O. Hisatomi, and H. Mino, J. Phys. Chem. B 122, 8819 (2018). https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.8b05808
8. R. Villanueva, S. Romero-Tamayo, R. Laplaza, J. Martínez-Olivan, A. Velázquez-Campoy, J. Sancho, P. Ferreira, and M. Medina, Antioxid. Redox Signal. 30, 2013 (2019). https://doi.org/10.1089/ars.2018.7658
9. G. Calloni and R. M. Vabulas, Front. Mol. Biosci. 9, 1 (2023). https://doi.org/10.3389/fmolb.2022.1081661
10. S. G. Kaya, A. Hovan, and M. W. Fraaije, Arch. Biochem. Biophys. 763, 110228 (2025). https://doi.org/10.1016/j.abb.2024.110228
11. M. Medina, FEBS J. 276, 3942 (2009). https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2009.07122.x
12. J. I. Martínez, P. J. Alonso, and M. Medina, J. Magn. Reson. 218, 153 (2012). https://doi.org/10.1016/j.jmr.2012.02.011
13. J. I. Martínez, P. J. Alonso, I. García-Rubio, and M. Medina, Phys. Chem. Chem. Phys. 16, 26203 (2014). https://doi.org/10.1039/C4CP03115F
14. J. I. Martínez, S. Frago, I. Lans, P. J. Alonso, I. García-Rubio, and M. Medina, Biophys. J. 110, 561 (2016). https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.11.3525
15. I. Lans, S. Frago, and M. Medina, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg. 1817, 2118 (2012). https://doi.org/10.1016/j.bbabio.2012.08.008
16. J. Caldeira, P. N. Palma, M. Regalla, J. Lampreia, J. Calvete, W. SchÄFer, J. Legall, I. Moura, and J. J. G. Moura, Eur. J. Biochem. 220, 987 (1994). https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1994.tb18703.x
17. M. Medina, C. Gomez-Moreno, and R. Cammack, E. J. Biochem. 227, 529 (1995). https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1995.tb20420.x
18. M. R. Fuchs, E. Schleicher, A. Schnegg, C. W. M. Kay, J. T. Törring, R. Bittl, A. Bacher, G. Richter, K. Möbius, and S. Weber, J. Phys. Chem. B 106, 8885 (2002). https://doi.org/10.1021/jp0259869
19. A. Schnegg, A. Okafuji, A. Bacher, R. Bittl, M. Fischer, M. R. Fuchs, P. Hegemann, M. Joshi, C. W. M. Kay, G. Richter, E. Schleicher, and S. Weber, Appl. Magnet. Res. 30, 345 (2006). https://doi.org/10.1007/BF03166205
20. T. Maly, D. Cui, R. G. Griffin, and A. F. Miller, J. Phys. Chem. B 116, 7055 (2012). https://doi.org/10.1021/jp300539j
21. S. Weber, K. Möbius, G. Richter, and C. W. M. Kay, J. Am. Chem. Soc. 123, 3790 (2001). https://doi.org/10.1021/ja003426m
22. J. I. García, M. Medina, J. Sancho, P. J. Alonso, C. Gómez-Moreno, J. A. Mayoral, and J. I. Martínez, J. Phys. Chem. A 106, 4729 (2002).https://doi.org/10.1021/jp014696+
23. B. Barquera, J. E. Morgan, D. Lukoyanov, C. P. Scholes, R. B. Gennis, and M. J. Nilges, J. Am. Chem. Soc. 125, 265 (2003). https://doi.org/10.1021/ja0207201
24. C. W. M. Kay, R. Bittl, A. Bacher, G. Richter, and S. Weber, J. Am. Chem. Soc. 127, 10780 (2005). https://doi.org/10.1021/ja051572s
25. J. I. Martínez, S. Frago, M. Medina, and I. García-Rubio, Magn. Reson. 6, 183 (2025). https://doi.org/10.5194/mr-6-183-2025
26. L. E. Göran Eriksson and A. Ehrenberg, Biochim. Biophys. Protein Struct. 295, 57 (1973). https://doi.org/10.1016/0005-2795(73)90073-1
27. J. Fritz, F. Müller, and S. G. Mayhew, Helv. Chim. Acta 56, 2250 (1973). https://doi.org/10.1002/hlca.19730560713
28. M. Medina and R. Cammack, J. Chem. Soc., Perkin Trans. 2 (1996) No. 4. p. 633.
29. J. I. Martínez, P. J. Alonso, C. Gómez-Moreno, and M. Medina, Biochemistry 36, 15526 (1997). https://doi.org/10.1021/bi971495g
30. S. Weber, C. W. M. Kay, A. Bacher, G. Richter, and R. Bittl, Chem. Phys. Chem. 6, 292 (2005). https://doi.org/10.1002/cphc.200400377
31. M. Medina, A. Lostao, J. Sancho, C. Gómez-Moreno, R. Cammack, P. J. Alonso, and J. I. Martínez, Biophys. J. 77, 1712 (1999). https://doi.org/10.1016/S0006-3495(99)77017-7
32. A. Okafuji, A. Schnegg, E. Schleicher, K. Möbius, and S. Weber, J. Phys. Chem. B 112, 3568 (2008). https://doi.org/10.1021/jp077170j
33. S. Weber, C. W. M. Kay, A. Bacher, G. Richter, and R. Bittl, Chem. Phys. Chem. 6, 292 (2005). https://doi.org/10.1002/cphc.200400377
34. E. Schleicher, R. Bittl, and S. Weber, FEBS J. 276, 4290 (2009). https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2009.07141.x
35. E. Schleicher, K. Hitomi, C. W. M. Kay, E. D. Getzoff, T. Todo, and S. Weber, J. Biol. Chem. 282, 4738 (2007). https://doi.org/10.1074/jbc.M604734200
36. R. Brosi, B. Illarionov, T. Mathes, M. Fischer, M. Joshi, A. Bacher, P. Hegemann, R. Bittl, S. Weber, and E. Schleicher, J. Am. Chem. Soc. 132, 8935 (2010). https://doi.org/10.1021/ja910681z
37. E. Schleicher, S. Rein, B. Illarionov, A. Lehmann, T. Al Said, S. Kacprzak, R. Bittl, A. Bacher, M. Fischer, and S. Weber, Sci. Rep. 11, 18234 (2021). https://doi.org/10.1038/s41598-021-97588-7